Zoologisches Proseminar - Pufferwirkung des Blutes, Blutgruppenbestimmung, Rinderherz .doc

Ergebnisse meiner Gruppe:

Ergebnisse mL Titration und pH bei Farbumschlag anderer Gruppen:

Diskussion:

Da bei unserer Gruppe leider durch Unachtsamkeiten kleine Fehler passiert sind, werde ich zur Auswertung die Daten anderer Gruppen mitverwenden und gleichzeitig eine Fehleranalyse unserer Ergebnisse durchführen.

Bei NaOH und HCl kann man sehen, dass entionisiertes Wasser wie zu erwarten,keine Pufferwirkung besitzt. Der pH Umschlag erfolgt schon nach wenigen Tropfen. Bei unserem Versuch mit aqua dest. und NaOH haben wir leider zu viel auf einmal und mit zu wenig Gefühl titriert. Der Farbumschlag erfolgte sofort nach eintropfen der Base, aber wir haben leider zu viel(0,25mL) eingetropft.

Bei dem Versuch mit Plasma, sieht man das selbst kleine Mengen Plasma schon eine große Pufferwirkung haben(siehe NaOH).Auch hier ist unser Ergebniss leider zu tief, da wir bei leichter grünfärbung des Plasma-Indikator Gemisches schon annahmen, dass die Pufferkapazität überwunden war. Da Thymolblau aber erst ab pH 8,3-10 seine Farbe ändert, ist es eher unwahrscheinlich das es schon ein Farbumschlag war.

Bei Zusetzen von Salzsäure war kein Farbumschlag des Inhibitors Kongorot zu sehen, da das Kongorot mit dem Plasma eine feste Bindung eingeht, und so die Fähigkeit zu färben verliert. Aus Tabelle 1(meine Ergebnisse) kann man sehen, dass sich der pH Wert des Plasmas immer weiter gesenkt hat, und dass es trotzdem der pH des Umschlagbereichs von Kongorot längst erreicht war, kein Farbumschlag zu beobachten war.

Daraus kann man schließen, das Kongorot kein geeigneter Indikator für Protein pH Bestimmungen ist.

Sie besitzen zwar beide eine sehr gute Pufferwirkung schon in geringen Mengen, aber es lässt sich nicht eindeutig aus den Daten erkennen, das Plasma stärker puffert als Phosphatpuffer. Daraus würde ich ableiten, das im Plasma der Phosphatpuffer eine sehr große Rolle spielt, da ja nur 8% Proteinanteil in den festen Bestandteilen(Hämokrit) des Blutes vorhanden ist.

Aufgabe 3 – Blutgruppenbestimmung

Einleitung: Ziel dieses Experiments war es, durch Verwendung von Antiseren des AB0 Systems (Anti-A Anti-B Anti-AB) und vermischen des Testbluts, die Blutgruppe des untersuchten Blutes feststellen.

Material und Methoden: Käufliche Testsera und Blut.Ich habe mein eigenes verwendet.

Ergebnisse:

Diskussion: Bei meinem Blut, kam es zu keiner Verklumpung mit den Antikörpern aus den Testseren, da ich Blutgruppe 0 besitze, und auf meinen Erythrozyten dadurch keine Antigene sitzen die auf Anti-A oder B reagieren könnten.

Durch ein anderes Testblut will ich die Agglutination der Antikörper und Antigene besser veranschaulichen.Die Testsera sind Antikörper aus dem Plasma gegen die entsprechende Blutgruppe(Anti – A : Antikörper gegen A → Antikörper A und Antigene A verklumpen.) Beim Testblut verklumpen die Zuckermoleküle Antigen B eindeutig mit dem Anti A Serum und auch mit dem Anti AB Antiserum, das sowohl Antikörper gegen Blutgruppe A als auch Blutgruppe B besitzen.

Daraus kann man schließen das das Testblut die Blutgruppe B besitzt.

Aufgabe 4 – pH-Optimum des Trypsins

Einleitung: Ziel dieses Versuchs war es, das pH-Optimums des Trypsins experimentell zu bestimmen. Alle Enzyme haben ein ph-Optimum, in dem sie am besten und effizientesten arbeiten können.

Vor allem für Verdauungsenzyme ist es wichtig, dass sie in ihrem Optimum arbeiten, da die Verdauung ein Prozess ist der sehr viel Energie verbraucht. Um bei der Verdauung trotzdem Energie für den Körper zu erhalten, ist es notwendig, dass dieser Prozess sehr optimiert abläuft.Die Hypothese für diesen Versuch war, dass sich das pH Optimum des Trypsins im basischen Bereich aufhält, da es ein Enzym ist das als Vorstufe aus dem Pankreas in den Dünndarm kommt und dort arbeitet.

Da im Dünndarm ein alkalisches Milieu von ca pH=8,3 herrscht, ist das pH Optimum dort zu erwarten.

Material und Methoden: das verwendete Enzym ist Trypsin, dessen Effizienz bei verschiedenem pH-Werten am Protein Albumin gemessen wurde. Nach gleich langer Inkubation der Proben und stoppen des enzymatischen Prozesses wurden die größeren Proteinbruchstücke und ganzen Proteine abfiltriert.Bei den in Lösung verbliebenen zerschnittenen Proteinen, wurden durch Messung der optischen Dichte der Lösungen in einem Photometer, die Aktivität des Enzyms veranschaulicht.

Genaue Materialien und Durchführung siehe Skript.

Ergebnisse:

Anmerkung zum Diagramm: Mir ist klar, das auf der x-Achse die intervalle zwischen 5-7 und 7-8.3 usw nicht gleich groß sein können, aber leider habe ich trotz längerem suchen im Excel die Einstellung dafür nicht finden können.

Diskussion: Bei unserer Versuchsreihe würde sich als pH- Optimum 7 anbieten, da hier die Extinktion am höchsten war. Das heißt, dass in der Probe die den Puffer für pH 7 enthielt, am meisten Proteinbruchstücke vorhanden waren.

Da wir aber wissen, dass sich das pH Optimum bei dem des Dünndarms befinden sollte, also ca. 8,3 ist dies eher unwahrscheinlich. Das ist bei den Werten der anderen Gruppe sehr schön zu sehen, da sich hier die maximale Aktivität des Enzyms bei pH 8,3 findet, und danach wieder stark abnimmt, da das Enzym durch den hohen basischen pH-Wert, der durch die OH- Ionen die elektrostatischen Wechselwirkungen des Enzyms angreift, denaturiert wird.

Warum der Fehler sich bei unserer Versuchsreihe eingeschlichen hat, ist schwer zu sagen, da er nicht sehr groß ist. Wahrscheinlich ist er das Ergebnis einer Anhäufung von kleiner Pipettierfehler oder Inkubationsfehler, die sich einzeln wahrscheinlich nicht auf das Ergebnis auswirken würden, in ihrer Summe aber das Ergebnis verfälschen.

Durch die andere Gruppe, die saubere Extinktionswerte hatte, wurde die Hypothese für dieses Experiment bestätigt.